Bacilo
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Los bacilos son bacterias que tienen forma de bastón, cuando se observan al microscopio.
Los bacilos se suelen dividir en:
Bacilos Gram positivos: fijan el violeta de genciana (tinción de Gram) en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacárido.
Bacilos Gram negativos: no fijan el violeta de genciana porque poseen la capa de lipopolisacárido(peptidoglicano).
Aunque muchos bacilos son patógenos para el ser humano, algunos no hacen daño, pues son los encargados de producir algunos productos lácteos como el yogurt (lactobacilos).
Ejemplos [editar]
A lo largo de la historia de la medicina y de la microbiología, según se iban descubriendo los bacilos, adoptaban el nombre del médico que los descubría, por ejemplo:
Bacilo de Abel: Klebsiella ozaenae
Bacilo de Achalme: B. perfrigens
Bacilo de Aertrycke: Salmonella
Bacilo de Bang: B. abortus
Bacilo de Ducrey: H. ducreyi
Bacilo de Eberth: S. typhi
Bacilo de Hansen: M. leprae
Bacilo de Klebs-Löffler: C. diphtherilllae
Bacilo de Koch: M. tuberculosis
Bacilo de Morax: Género Moraxella
Bacilo de Yersin: Y. pestis
martes, 16 de junio de 2009
cocos
Coco, tipo morfológico de bacteria. Tiene forma más o menos esférica (ninguna de sus dimensiones predomina claramente sobre las otras).
Diplococo: estos cocos se dividen en un sólo plano formando parejas, y dan la impresión de un grano de café, entre éstos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Algunos ocasionan enfermedades a los humanos (Ej:neumococo y estafilococo) también es causante de enfermendades como el de la meningitis, otros resultan inocuos o incluso beneficiosos.
Los cocos se dividen en:
Diplococos: Son pares.
Estreptococos: En cadena.
Estafilococos: En racimo.
Tetradas: En número de 4.
Sarcinas: En paquetes.
Diplococo: estos cocos se dividen en un sólo plano formando parejas, y dan la impresión de un grano de café, entre éstos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Algunos ocasionan enfermedades a los humanos (Ej:neumococo y estafilococo) también es causante de enfermendades como el de la meningitis, otros resultan inocuos o incluso beneficiosos.
Los cocos se dividen en:
Diplococos: Son pares.
Estreptococos: En cadena.
Estafilococos: En racimo.
Tetradas: En número de 4.
Sarcinas: En paquetes.
tincion de gram
La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.
Contenido[ocultar]
1 Protocolo
1.1 Explicación
2 Teorías
3 Técnica de la coloración gram
3.1 Fijar un frotis
3.2 Tinción
3.3 Enjuague
3.4 Mordiente
3.5 Decoloración
3.6 Lavado y secado
3.7 Tinción de contraste
3.8 Nuevo enjuague
4 Bacterias resistentes a la tinción Gram
5 Utilidades
6 Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
7 Causas que alteran la tinción de Gram
//
Protocolo
Recoger muestras
Hacer el extendido en espiral
Dejar secar a temperatura ambiente
Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimieto) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.
Enjuagar con agua.
Agregar lugol y esperar 30 segundos
Enjuagar con agua.
Agregar alcohol acetona y esperar 15 s
Enjuagar con agua.
Agregar safranina y esperar 1 min Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.
Enjuagar con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión
Explicación
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azúl-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.
Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.
El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenidos. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram.
La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.
Teorías
Un microorganismo gram positivo debe presentar una pared celular sana. El mismo microorganismo, si sufre daño de la pared por una u otra causa, se vuelve gram negativo. Esto indica la importancia de la pared para la retención o el escape del colorante. Una posible teoría del mecanismo de tinción es la siguiente:
El colorante básico entra al microorganismo, donde forma con el yodo una laca insoluble en agua. El alcohol o la acetona empleados para aclarar, deshidrata las paredes de los microorganismos grampositivos, tratados con mordiente, y forma una barrera que la laca no puede atravesar. En las células gramnegativas, los lípidos de la pared (más abundantes que en las células grampositivas) se disuelven por este tratamiento, lo que permite el escape del complejo de cristal violeta con yodo. Algunos autores objetan esta teoría, pero es indudable la importancia general de la pared celular.
Varias son las teorías emitidas para explicar el mecanismo de la tinción de Gram. Stearn y Stearn (1923) basan la suya en una combinación química entre el colorante y las proteínas de las bacterias, Las proteínas y aminoácidos son cuerpos anfóteros, esto es, tienen la facultad de reaccionar con ácidos y con bases, gracias a sus grupos amino y carboxilo; en soluciones ácidas, reaccionan con los ácidos, y en soluciones alcalinas lo hacen con las bases.
Stearn y Stearn comprobaron que la reacción de tinción de las bacterias obedece en gran parte a su contenido proteínico; estos microorganismos se conducen como cuerpos anfóteros, al combinarse con colorantes ácidos en soluciones ácidas y con los básicos en medio alcalino. La combinación con ambos tipos de colorante no se produce en el “punto isoeléctrico”. Como los microorganismos contienen más de una proteína, ese punto no tiene un valor preciso y definido, sino que constituye más bien una gama o escala que comprende dos o tres unidades de pH. Según Stern y Stearn, los microorganismos grampositivos tienen una escala isoeléctrica de pH inferior a la de los microorganismos gramnegativos; y, a base de sus datos experimentales, deducen las siguientes conclusiones:
1. Los microorganismos grampositivos pueden hacerse gramnegativos al aumentar la acidez.
2. Los microorganismos gramnegativos pueden hacerse grampositivos al aumentar la alcalinidad.
3. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes ácidos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la alcalinidad.
4. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes básicos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la acidez.
5. En la zona isoeléctrica característica de cada especie es muy escasa la tendencia a retener cualquier colorante.
6. Parece estar bien demostrado que las proteínas de las bacterias no son simples, sino más bien una débil combinación de sustancias proteínicas con otras lipoideas o grasas.
7. La materia grasa extraída de los microorganismos grampositivos difiere de la obtenida de los microorganismos gramnegativos, en que la primera contiene una proporción mucho mayor de ácidos no saturados que muestren gran afinidad por los agentes oxidantes. Todos los mordientes (como el yodo) empleados en la coloración Gram son oxidantes; su efecto, en general, consiste en dar a la sustancia oxidada un carácter más ácido. Esto aumenta la afinidad de un microorganismo por los colorantes básicos.
8. El cambio de respuesta a la coloración de Gram con el tiempo es propio, sobre todo, de los microorganismos débilmente grampositivos cultivados en los medios que contengan sustancias capaces de fermentar, y cuya reacción se vuelve ácida en el curso del desarrollo.
Gianni (1952) comprobó que los microorganismos grampositivos Bacillus subtilis y B. anthracis tomaban negativamente el Gram cuando los cultivos databan de dos a tres horas. Luego se desarrollaba la sustancia grampositiva debajo de la pared celular, para invertir la reacción.
Otra explicación de la reacción de Gram puede ser la posible existencia de una capa exterior alrededor de un núcleo gramnegativo.
Libenson y Mcllroy, han comunicado que si la reacción grampositiva depende de que se forme una combinación compleja entre los componentes de la coloración de Gram y las proteínas de la pared celular, sería de esperar que las bacterias desintegradas por medios físicos retuviesen este tinte, ya que ese tratamiento no podría cambiar el carácter químico de los materiales de dicha pared. Por el contrario, los gérmenes grampositivos desintegrados pierden su capacidad de retener el colorante primario y toman negativamente el Gram.
La pared celular de los microorganismos grampositivos y gramnegativos es permeable al violeta cristal. Sin embargo, la de los primeros no lo es al complejo de yodo y colorante formado en el interior de la célula. Los resultados experimentales obtenidos con una difusión celular exenta de proteínas, y la escasa solubilidad del complejo de yodo y violeta cristal en alcohol y acetona, parecen sustentar la opinión de que la reacción grampositiva consiste esencialmente en la formación, dentro de la célula, de una cantidad apreciable de complejo de yodo y colorante difícil de eliminar con el disolvente. La pared celular de los microorganismos grampositivos, a diferencia de la de los gramnegativos, sería prácticamente impermeable al violeta cristal. Los microorganismos aparecerán teñidos después de tratarlos con violeta cristal, por ser absorbido el colorante en la superficie externa de la pared celular, y el disolvente eliminará sin dificultad el complejo formado después del tratamiento con yodo.
Ni los grupos sulfhidrilo ni las proteínas básicas han influido específicamente en el mecanismo del colorante de Gram.
Libenson y Mcllroy han sostenido que la permeabilidad de la pared celular al violeta cristal, la escasa solubilidad del complejo de yodo y colorante en alcohol y acetona, y el libre acceso del disolvente al complejo constituido, son los principales factores que intervienen en el mecanismo de esa coloración.
Técnica de la coloración gram
Fijar un frotis
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.
Tinción
Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.
Enjuague
Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...
Mordiente
Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.
El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacterias
Decoloración
Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azul
Lavado y secado
Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.
Tinción de contraste
Una vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.
Nuevo enjuague
Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.
De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.
Bacterias resistentes a la tinción Gram
La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:
Mycobacterias (están encapsuladas)
Mycoplasmas (no tienen pared)
Formas L (pérdida ocasional de la pared)
Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)
Utilidades
En el análisis de muestras clínicas suele ser un estudio fundamental por cumplir varias funciones:
Identificación preliminar de la bacteria causal de la infección.
Utilidad como control calidad del aislamiento bacteriano. Los morfotipos bacterianos identificados en la tinción de Gram se deben de corresponder con aislamientos bacterianos realizados en los cultivos. Si se observan mayor número de formas bacterianas que las aisladas hay que reconsiderar los medios de cultivos empleados así como la atmósfera de incubación.
A partir de la tinción de Gram pueden distinguirse varios morfotipos distintos: Los cocos son de forma esférica. Pueden aparecer aislados después de la división celular (Micrococos), aparecer por pares (Diplococos), formar cadenas (Estreptococos), o agruparse de manera irregular (Estafilococos).
Los bacilos poseen forma alargada. En general suelen agruparse en forma de cadena (Estreptobacilos) o en empalizada.
También pueden distinguirse los espirales, que se clasifican en espirilos si son de forma rígida o espiroquetas si son blandas y onduladas. Si por el contrario, poseen forma de "coma", o curvados, entonces se los designa vibriones.
Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las paredes celulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativas
La pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa de peptidoglucano, además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la cara interna de la pared celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra el ácido lipoteicoico, y más en la superficie, el ácido teicoico que está anclado solamente en el peptidoglucano (también conocido como mureína)
Por el contrario, la capa de peptidoglucano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (de composición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Tiene una capa delgada de peptidoglicano unida a una membrana exterior por lipoproteínas. La membrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido y lipopolisacárido.
Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas direrencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.
La diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a que la membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos, como por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano que posee es demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristal violeta/yodo que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa, perdiéndose la coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Gram positivas, al poseer una pared celular más resistente y con mayor proporción de peptidoglicanos, no son susceptibles a la acción del solvente orgánico, sino que este actúa deshidratando los poros cerrándolos, lo que impide que pueda escaparse el complejo cristal violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.
Causas que alteran la tinción de Gram [editar]
I: Edad de la bacteria.
II: Errores del operador.
III: Uso de antibióticos
A pesar de la gran utilidad del la tinción de Gram, este método debe ser valorado con precaución, ya que la reacción puede variar según la edad de las células y la técnica empleada, por ella junto a la muestra deben teñirse controles con grampositivas y gramnegativas.
Contenido[ocultar]
1 Protocolo
1.1 Explicación
2 Teorías
3 Técnica de la coloración gram
3.1 Fijar un frotis
3.2 Tinción
3.3 Enjuague
3.4 Mordiente
3.5 Decoloración
3.6 Lavado y secado
3.7 Tinción de contraste
3.8 Nuevo enjuague
4 Bacterias resistentes a la tinción Gram
5 Utilidades
6 Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
7 Causas que alteran la tinción de Gram
//
Protocolo
Recoger muestras
Hacer el extendido en espiral
Dejar secar a temperatura ambiente
Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimieto) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.
Enjuagar con agua.
Agregar lugol y esperar 30 segundos
Enjuagar con agua.
Agregar alcohol acetona y esperar 15 s
Enjuagar con agua.
Agregar safranina y esperar 1 min Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.
Enjuagar con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión
Explicación
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azúl-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.
Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.
El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenidos. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram.
La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.
Teorías
Un microorganismo gram positivo debe presentar una pared celular sana. El mismo microorganismo, si sufre daño de la pared por una u otra causa, se vuelve gram negativo. Esto indica la importancia de la pared para la retención o el escape del colorante. Una posible teoría del mecanismo de tinción es la siguiente:
El colorante básico entra al microorganismo, donde forma con el yodo una laca insoluble en agua. El alcohol o la acetona empleados para aclarar, deshidrata las paredes de los microorganismos grampositivos, tratados con mordiente, y forma una barrera que la laca no puede atravesar. En las células gramnegativas, los lípidos de la pared (más abundantes que en las células grampositivas) se disuelven por este tratamiento, lo que permite el escape del complejo de cristal violeta con yodo. Algunos autores objetan esta teoría, pero es indudable la importancia general de la pared celular.
Varias son las teorías emitidas para explicar el mecanismo de la tinción de Gram. Stearn y Stearn (1923) basan la suya en una combinación química entre el colorante y las proteínas de las bacterias, Las proteínas y aminoácidos son cuerpos anfóteros, esto es, tienen la facultad de reaccionar con ácidos y con bases, gracias a sus grupos amino y carboxilo; en soluciones ácidas, reaccionan con los ácidos, y en soluciones alcalinas lo hacen con las bases.
Stearn y Stearn comprobaron que la reacción de tinción de las bacterias obedece en gran parte a su contenido proteínico; estos microorganismos se conducen como cuerpos anfóteros, al combinarse con colorantes ácidos en soluciones ácidas y con los básicos en medio alcalino. La combinación con ambos tipos de colorante no se produce en el “punto isoeléctrico”. Como los microorganismos contienen más de una proteína, ese punto no tiene un valor preciso y definido, sino que constituye más bien una gama o escala que comprende dos o tres unidades de pH. Según Stern y Stearn, los microorganismos grampositivos tienen una escala isoeléctrica de pH inferior a la de los microorganismos gramnegativos; y, a base de sus datos experimentales, deducen las siguientes conclusiones:
1. Los microorganismos grampositivos pueden hacerse gramnegativos al aumentar la acidez.
2. Los microorganismos gramnegativos pueden hacerse grampositivos al aumentar la alcalinidad.
3. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes ácidos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la alcalinidad.
4. Los microorganismos de reacción positiva a los colorantes básicos pueden hacerse gramnegativos por aumentar la acidez.
5. En la zona isoeléctrica característica de cada especie es muy escasa la tendencia a retener cualquier colorante.
6. Parece estar bien demostrado que las proteínas de las bacterias no son simples, sino más bien una débil combinación de sustancias proteínicas con otras lipoideas o grasas.
7. La materia grasa extraída de los microorganismos grampositivos difiere de la obtenida de los microorganismos gramnegativos, en que la primera contiene una proporción mucho mayor de ácidos no saturados que muestren gran afinidad por los agentes oxidantes. Todos los mordientes (como el yodo) empleados en la coloración Gram son oxidantes; su efecto, en general, consiste en dar a la sustancia oxidada un carácter más ácido. Esto aumenta la afinidad de un microorganismo por los colorantes básicos.
8. El cambio de respuesta a la coloración de Gram con el tiempo es propio, sobre todo, de los microorganismos débilmente grampositivos cultivados en los medios que contengan sustancias capaces de fermentar, y cuya reacción se vuelve ácida en el curso del desarrollo.
Gianni (1952) comprobó que los microorganismos grampositivos Bacillus subtilis y B. anthracis tomaban negativamente el Gram cuando los cultivos databan de dos a tres horas. Luego se desarrollaba la sustancia grampositiva debajo de la pared celular, para invertir la reacción.
Otra explicación de la reacción de Gram puede ser la posible existencia de una capa exterior alrededor de un núcleo gramnegativo.
Libenson y Mcllroy, han comunicado que si la reacción grampositiva depende de que se forme una combinación compleja entre los componentes de la coloración de Gram y las proteínas de la pared celular, sería de esperar que las bacterias desintegradas por medios físicos retuviesen este tinte, ya que ese tratamiento no podría cambiar el carácter químico de los materiales de dicha pared. Por el contrario, los gérmenes grampositivos desintegrados pierden su capacidad de retener el colorante primario y toman negativamente el Gram.
La pared celular de los microorganismos grampositivos y gramnegativos es permeable al violeta cristal. Sin embargo, la de los primeros no lo es al complejo de yodo y colorante formado en el interior de la célula. Los resultados experimentales obtenidos con una difusión celular exenta de proteínas, y la escasa solubilidad del complejo de yodo y violeta cristal en alcohol y acetona, parecen sustentar la opinión de que la reacción grampositiva consiste esencialmente en la formación, dentro de la célula, de una cantidad apreciable de complejo de yodo y colorante difícil de eliminar con el disolvente. La pared celular de los microorganismos grampositivos, a diferencia de la de los gramnegativos, sería prácticamente impermeable al violeta cristal. Los microorganismos aparecerán teñidos después de tratarlos con violeta cristal, por ser absorbido el colorante en la superficie externa de la pared celular, y el disolvente eliminará sin dificultad el complejo formado después del tratamiento con yodo.
Ni los grupos sulfhidrilo ni las proteínas básicas han influido específicamente en el mecanismo del colorante de Gram.
Libenson y Mcllroy han sostenido que la permeabilidad de la pared celular al violeta cristal, la escasa solubilidad del complejo de yodo y colorante en alcohol y acetona, y el libre acceso del disolvente al complejo constituido, son los principales factores que intervienen en el mecanismo de esa coloración.
Técnica de la coloración gram
Fijar un frotis
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.
Tinción
Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.
Enjuague
Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...
Mordiente
Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.
El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacterias
Decoloración
Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azul
Lavado y secado
Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.
Tinción de contraste
Una vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.
Nuevo enjuague
Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.
De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.
Bacterias resistentes a la tinción Gram
La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:
Mycobacterias (están encapsuladas)
Mycoplasmas (no tienen pared)
Formas L (pérdida ocasional de la pared)
Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)
Utilidades
En el análisis de muestras clínicas suele ser un estudio fundamental por cumplir varias funciones:
Identificación preliminar de la bacteria causal de la infección.
Utilidad como control calidad del aislamiento bacteriano. Los morfotipos bacterianos identificados en la tinción de Gram se deben de corresponder con aislamientos bacterianos realizados en los cultivos. Si se observan mayor número de formas bacterianas que las aisladas hay que reconsiderar los medios de cultivos empleados así como la atmósfera de incubación.
A partir de la tinción de Gram pueden distinguirse varios morfotipos distintos: Los cocos son de forma esférica. Pueden aparecer aislados después de la división celular (Micrococos), aparecer por pares (Diplococos), formar cadenas (Estreptococos), o agruparse de manera irregular (Estafilococos).
Los bacilos poseen forma alargada. En general suelen agruparse en forma de cadena (Estreptobacilos) o en empalizada.
También pueden distinguirse los espirales, que se clasifican en espirilos si son de forma rígida o espiroquetas si son blandas y onduladas. Si por el contrario, poseen forma de "coma", o curvados, entonces se los designa vibriones.
Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las paredes celulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativas
La pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa de peptidoglucano, además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la cara interna de la pared celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra el ácido lipoteicoico, y más en la superficie, el ácido teicoico que está anclado solamente en el peptidoglucano (también conocido como mureína)
Por el contrario, la capa de peptidoglucano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (de composición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Tiene una capa delgada de peptidoglicano unida a una membrana exterior por lipoproteínas. La membrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido y lipopolisacárido.
Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas direrencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.
La diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a que la membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos, como por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano que posee es demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristal violeta/yodo que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa, perdiéndose la coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Gram positivas, al poseer una pared celular más resistente y con mayor proporción de peptidoglicanos, no son susceptibles a la acción del solvente orgánico, sino que este actúa deshidratando los poros cerrándolos, lo que impide que pueda escaparse el complejo cristal violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.
Causas que alteran la tinción de Gram [editar]
I: Edad de la bacteria.
II: Errores del operador.
III: Uso de antibióticos
A pesar de la gran utilidad del la tinción de Gram, este método debe ser valorado con precaución, ya que la reacción puede variar según la edad de las células y la técnica empleada, por ella junto a la muestra deben teñirse controles con grampositivas y gramnegativas.
frotis
Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación de el frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia de el tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
Extensión en el portaobjetos
Para llevar a cabo las extensiones en portaobjeto se coloca una gota de sangre de 3 a 4 mm de diámetro, a unos 2 o 3 cm de uno de los extremos de el portaobjetos este se coloca en una superficie plana y lisa. Con el borde de otro portaobjeto, con el que se toca la gota de sangre, la cual se desliza por capilaridad a todo lo largo de el canto de dicho portaobjeto y con un movimiento rápido y uniforme, en un angulo de 45 grados se desliza el portaobjetos dejando una capa de sangre en la superficie de el otro. El espesor del extendido debe ser delgado.
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Frotis"
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación de el frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia de el tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
Extensión en el portaobjetos
Para llevar a cabo las extensiones en portaobjeto se coloca una gota de sangre de 3 a 4 mm de diámetro, a unos 2 o 3 cm de uno de los extremos de el portaobjetos este se coloca en una superficie plana y lisa. Con el borde de otro portaobjeto, con el que se toca la gota de sangre, la cual se desliza por capilaridad a todo lo largo de el canto de dicho portaobjeto y con un movimiento rápido y uniforme, en un angulo de 45 grados se desliza el portaobjetos dejando una capa de sangre en la superficie de el otro. El espesor del extendido debe ser delgado.
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Frotis"
practica 9
Práctica #9 prueba de aglutinación en sangre
Operar equipo de laboratorio
Prueba de aglutinación de sangre
Tipo de prueba: tipo sanguíneo
El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe realizar una prueba en Tejido sanguíneo (HB) para poder conocer, observar identificar y finalmente aplicar la prueba de aglutinación en sangre que da como resultado el tipo sanguíneo del individuo.
Materiales† Sangre fresca 2.5ml† Tubo de tapón morado con anticoagulante† Palillos de madera† Placa de porcelana escavada para tipo sanguíneo† Algodón con alcohol (2 torundas sin alcohol)† Masquen tape para etiquetar placa† Tipificadores para tipo sanguíneo (reactivo), Anti-A, Anti-B, Anti-D.† Papel secante, papel para cubrir mesa† Mesa de laboratorio
† Pipeta Pasteur (bulbo)
Desarrollo prueba de aglutinación
1. Técnica de ven punción2. Una vez obtenida la sangre fresca del paciente en volumen de 2.5 ml, se trasvasa al tubo de tapón morado con anticoabulante en el que se le dan ligeros movimientos para que se mezcle con el anticoabulante y poder ser utilizada. Se utiliza la pipeta Pasteur con bulbo de extracción y se extrae una cantidad de sangre del tubo ya indicado para puntear una pequeña gota en cada excavación en la placa de porcelana, el resto de sangre se deposita en el tubo, se enjuaga a la pipeta y se conserva cuidadosamente. Una vez punteada la placa escavada de porcelana se le agrega una gota de reactivo en cada excavación para poder obtener una reacción entre sangre y suero sanguíneo.
1. Se aplica el reactivo Anti-A como numero 1 es de color2. Se aplica el Anti-B como numero 2 una ves obtenida la prueba de aglutinación debemos reportar nuestro trabajo dentro del marco, preanalítico, analítico, y pos analítico.
NOTA Las pruebas realizadas desde medio de cultivo practica #1 asta la practica #9 serán reportadas en forma ordenada, con separadores internos de practica y una pestaña del lado derecho superior del documento indicando el numero de practica y nombre.Durante el trayecto de este trabajo el alumno debe clasificar sus practicas acomodándolas de tal forma en cada 1 de las etapas ya mencionadas preanalítica, analítica, pos analítica, ósea que las practicas deben de estar dentro de este marco mencionado.La practica final de aglutinación en plasma y aglutinación en sangre deben tener el marco de pre-análisis, análisis y pos análisis.
Operar equipo de laboratorio
Prueba de aglutinación de sangre
Tipo de prueba: tipo sanguíneo
El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe realizar una prueba en Tejido sanguíneo (HB) para poder conocer, observar identificar y finalmente aplicar la prueba de aglutinación en sangre que da como resultado el tipo sanguíneo del individuo.
Materiales† Sangre fresca 2.5ml† Tubo de tapón morado con anticoagulante† Palillos de madera† Placa de porcelana escavada para tipo sanguíneo† Algodón con alcohol (2 torundas sin alcohol)† Masquen tape para etiquetar placa† Tipificadores para tipo sanguíneo (reactivo), Anti-A, Anti-B, Anti-D.† Papel secante, papel para cubrir mesa† Mesa de laboratorio
† Pipeta Pasteur (bulbo)
Desarrollo prueba de aglutinación
1. Técnica de ven punción2. Una vez obtenida la sangre fresca del paciente en volumen de 2.5 ml, se trasvasa al tubo de tapón morado con anticoabulante en el que se le dan ligeros movimientos para que se mezcle con el anticoabulante y poder ser utilizada. Se utiliza la pipeta Pasteur con bulbo de extracción y se extrae una cantidad de sangre del tubo ya indicado para puntear una pequeña gota en cada excavación en la placa de porcelana, el resto de sangre se deposita en el tubo, se enjuaga a la pipeta y se conserva cuidadosamente. Una vez punteada la placa escavada de porcelana se le agrega una gota de reactivo en cada excavación para poder obtener una reacción entre sangre y suero sanguíneo.
1. Se aplica el reactivo Anti-A como numero 1 es de color2. Se aplica el Anti-B como numero 2 una ves obtenida la prueba de aglutinación debemos reportar nuestro trabajo dentro del marco, preanalítico, analítico, y pos analítico.
NOTA Las pruebas realizadas desde medio de cultivo practica #1 asta la practica #9 serán reportadas en forma ordenada, con separadores internos de practica y una pestaña del lado derecho superior del documento indicando el numero de practica y nombre.Durante el trayecto de este trabajo el alumno debe clasificar sus practicas acomodándolas de tal forma en cada 1 de las etapas ya mencionadas preanalítica, analítica, pos analítica, ósea que las practicas deben de estar dentro de este marco mencionado.La practica final de aglutinación en plasma y aglutinación en sangre deben tener el marco de pre-análisis, análisis y pos análisis.
practica 8
Practica#8 Pruebas de aglutinación en suero plasmático
Pruebas de aglutinación en suero plasmático.
Prueba de laboratorio denominada reacciones febriles por aglutinación
Investigar el concepto de aglutinación. Anexar la investigación en el área de pruebas serológicas. Cuadro de enfermedad de tifoidea paratifoidea anexar, la investigación de salmonella y gráficos de brucella abortus y proteus.
Investigar las características coloniales de cada uno de los microorganismos pertenecientes a las heterobacterias.
Materiales† Paciente† Jeringa 5ml† Torniquete† Torundas alcoholizadas† Tubo con tapón rojo sin anticoagulante† Laminilla de cristal para reacciones febriles o excavada† Palillos de madera† Papel secante† Centrifuga† Tubo de ensaye(vacio)† Microscopio† Gradilla
Técnica de ven punción la cual ya se dio anteriormente.
Una vez extraída la sangre se toma el tiempo de coagulación, desde su salida asta que esta coagule la gradilla. Unas ves coagulada retiramos el tapón del tubo, con número de mesa, datos del paciente y fecha, y introducimos de forma ordenada a la centrifugada, para operarla la centrifuga a 1500 revoluciones por minuto durante 5 minutos.
Ya centrifugada la sangre se retira de la centrifuga, se vierte el plasma al tubo vacio, se desecha el paquete sanguíneo, utilizando la NOM-087 de la cual ustedes deben de dar un pequeño reporte.Una vez que se tenga el plasma en el tubo indicado se realiza el conteo en la laminilla de cristal utilizando una pipeta Pasteur con bulbo
Ya punteada la muestra de plasma en la laminilla de cristal se mezcla con pedacitos de palillos de madera, utilizando un pedazo por Cada serotipo que es H, O, A, B brucella abortus, proteus 0x19Ya mezclados los serotipos se les da un ligero movimiento de izquierda a derecha y de enfrente hacia atrás para estar seguro que la mezcla sea correcta.
NOTA: Se le aplica una gota de reactivo febriclean a cada uno de los serotipos ya mencionados para poder obtener el resultado en esta prueba el resultado es aglutinación.
La observación es macroscópica atrás luz asi como observación macroscópica en objetivo 10x de esta manera se verificara el proceso de aglutinación que se observa en forma punteada como si tuviera arenilla el liquido observando y se le determina como t, si no existe unos de estos datos, y la muestra se ve homogénea se determina como negativo.
Pruebas de aglutinación en suero plasmático.
Prueba de laboratorio denominada reacciones febriles por aglutinación
Investigar el concepto de aglutinación. Anexar la investigación en el área de pruebas serológicas. Cuadro de enfermedad de tifoidea paratifoidea anexar, la investigación de salmonella y gráficos de brucella abortus y proteus.
Investigar las características coloniales de cada uno de los microorganismos pertenecientes a las heterobacterias.
Materiales† Paciente† Jeringa 5ml† Torniquete† Torundas alcoholizadas† Tubo con tapón rojo sin anticoagulante† Laminilla de cristal para reacciones febriles o excavada† Palillos de madera† Papel secante† Centrifuga† Tubo de ensaye(vacio)† Microscopio† Gradilla
Técnica de ven punción la cual ya se dio anteriormente.
Una vez extraída la sangre se toma el tiempo de coagulación, desde su salida asta que esta coagule la gradilla. Unas ves coagulada retiramos el tapón del tubo, con número de mesa, datos del paciente y fecha, y introducimos de forma ordenada a la centrifugada, para operarla la centrifuga a 1500 revoluciones por minuto durante 5 minutos.
Ya centrifugada la sangre se retira de la centrifuga, se vierte el plasma al tubo vacio, se desecha el paquete sanguíneo, utilizando la NOM-087 de la cual ustedes deben de dar un pequeño reporte.Una vez que se tenga el plasma en el tubo indicado se realiza el conteo en la laminilla de cristal utilizando una pipeta Pasteur con bulbo
Ya punteada la muestra de plasma en la laminilla de cristal se mezcla con pedacitos de palillos de madera, utilizando un pedazo por Cada serotipo que es H, O, A, B brucella abortus, proteus 0x19Ya mezclados los serotipos se les da un ligero movimiento de izquierda a derecha y de enfrente hacia atrás para estar seguro que la mezcla sea correcta.
NOTA: Se le aplica una gota de reactivo febriclean a cada uno de los serotipos ya mencionados para poder obtener el resultado en esta prueba el resultado es aglutinación.
La observación es macroscópica atrás luz asi como observación macroscópica en objetivo 10x de esta manera se verificara el proceso de aglutinación que se observa en forma punteada como si tuviera arenilla el liquido observando y se le determina como t, si no existe unos de estos datos, y la muestra se ve homogénea se determina como negativo.
frotis
Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación de el frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia de el tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación de el frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia de el tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
martes, 2 de junio de 2009
Practica 7 Observaciones macroscópicas en objeto de 100x con aceite de palo. (De inmersión)
Una vez terminada la tinción en la laminilla de cristal se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observarlo
Materiales.
1 Laminilla de cristal tenida
2 Aceite de inmersión
3 Hoja de papel (cebolla)
4 Microscopio (compuesto o fotonico)
5 Torundas de algodón secas y alcolisadas)
6 papel secante.
Desarrollo1 A la laminilla se le agrega una gota de inmersión
2 Se monta la laminilla al microscopio sobre la platina y que quede bien ajustadas con las pinzas de la platina.
3 Observamos en objetivo de 100x para poder clasificar las estructuras de los microorganismos encontrados que son esferas o rueditas, bolitas en 1,2,3,4 en cadena de 5 o 6 o agrupados en muchas bolitas (cocos) en bastones y se les da el nombre de bacilos.
Materiales.
1 Laminilla de cristal tenida
2 Aceite de inmersión
3 Hoja de papel (cebolla)
4 Microscopio (compuesto o fotonico)
5 Torundas de algodón secas y alcolisadas)
6 papel secante.
Desarrollo1 A la laminilla se le agrega una gota de inmersión
2 Se monta la laminilla al microscopio sobre la platina y que quede bien ajustadas con las pinzas de la platina.
3 Observamos en objetivo de 100x para poder clasificar las estructuras de los microorganismos encontrados que son esferas o rueditas, bolitas en 1,2,3,4 en cadena de 5 o 6 o agrupados en muchas bolitas (cocos) en bastones y se les da el nombre de bacilos.
practica 6
1 El alumno debe investigar el tema de tinción de Gram que se utiliza para las bacterias Gram + y Gram -.
Este trabajo de investigación es vital para poder realizar la secuencia de la técnica de tinción de esta practica del medio de cultivo.
Materiales
1 Frotis realizado y fijado en porta objetos, el cual debe pasar que el proceso de tinción utilizando la técnica de forma correcta ya anteriormente investigada. Esta técnica se basa en 9 pasos donde se aplica los tiempos necesarios.
2 El frotis debe pasarse en el proceso de tinción sin pasar de los tiempos indicados ya que se pude quemar el producto realizado lo que ocasionaría volverlo a realizar desde el principio (debemos hacer bien las cosas ya que el tiempo es nuestro enemigo)
3 Si el frotis queda bien teñido, una vez teñido el frotis se dejara listo para el siguiente proceso que es la observación macroscópica. (Cámara)
Este trabajo de investigación es vital para poder realizar la secuencia de la técnica de tinción de esta practica del medio de cultivo.
Materiales
1 Frotis realizado y fijado en porta objetos, el cual debe pasar que el proceso de tinción utilizando la técnica de forma correcta ya anteriormente investigada. Esta técnica se basa en 9 pasos donde se aplica los tiempos necesarios.
2 El frotis debe pasarse en el proceso de tinción sin pasar de los tiempos indicados ya que se pude quemar el producto realizado lo que ocasionaría volverlo a realizar desde el principio (debemos hacer bien las cosas ya que el tiempo es nuestro enemigo)
3 Si el frotis queda bien teñido, una vez teñido el frotis se dejara listo para el siguiente proceso que es la observación macroscópica. (Cámara)
practica 5
El alumno de laboratorio clínico debe realizar un trabajo de investigación muy sencillo en materia de frotis el cual después de su investigación bibliográfica debe realizar su forma practica.
Materiales:
1 Cajas petri con medio de cultivo y microorganismos en desarrollo
2 Asa bacteriológica o asa de platino
3 Mechero de bunsen
4 baso de precipitado (50 ml)
5 25 ml de agua destilada en el baso
6 porta objetos
Desarrollo:
1 Con el asa bacteriológica se va a realizar un frotis en un porta objetos de cristal
2 Se toma el asa bacteriológica y se pone en la flama del mechero dejándola al rojo vivo para que se esterilice se retira del fuego, se toma una pequeña gota de agua destilada, con ella misma se extrae una pequeña muestra del material bacteriológico que creció en las cajas petri.
3 Una ves teniendo este material en el asa se acude a depositarlo en el porta objetos en su parte central, en su parte central desplazando de izquierda a derecha el material bacteriológico asta que nos quede una película delgada, una ves teniéndolo verificamos con el instructor si ya esta lista para poder fijarla al color.
4 ya realizando el frotis se fija de forma directa en sus partes laterales a lo largo para su transporte, se toma el porta objetos de forma lateral para poder pasar por encima de la flama (nunca se debe dejar en forma directa) en la flama. Una vez fijado el frotis, queda listo para el proceso de tinción.
Materiales:
1 Cajas petri con medio de cultivo y microorganismos en desarrollo
2 Asa bacteriológica o asa de platino
3 Mechero de bunsen
4 baso de precipitado (50 ml)
5 25 ml de agua destilada en el baso
6 porta objetos
Desarrollo:
1 Con el asa bacteriológica se va a realizar un frotis en un porta objetos de cristal
2 Se toma el asa bacteriológica y se pone en la flama del mechero dejándola al rojo vivo para que se esterilice se retira del fuego, se toma una pequeña gota de agua destilada, con ella misma se extrae una pequeña muestra del material bacteriológico que creció en las cajas petri.
3 Una ves teniendo este material en el asa se acude a depositarlo en el porta objetos en su parte central, en su parte central desplazando de izquierda a derecha el material bacteriológico asta que nos quede una película delgada, una ves teniéndolo verificamos con el instructor si ya esta lista para poder fijarla al color.
4 ya realizando el frotis se fija de forma directa en sus partes laterales a lo largo para su transporte, se toma el porta objetos de forma lateral para poder pasar por encima de la flama (nunca se debe dejar en forma directa) en la flama. Una vez fijado el frotis, queda listo para el proceso de tinción.
practica 4 realizar una bitacora
Bitacora : Es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.
practica 3
Siembra
Materiales:
1 Asa bacteriológica o Asa de platino
2 vaso de precipitado con Agua destilada (15 a 20 ml)
3 Mecheros de bunsen (2)
4 Cajas petric con medio de cultivo Elaborado
5 papeles para cubrir mesa de laboratorio
6 maskin tape para etiquetar caja petric
7 jeringa desechable (5ml)
8 torniquetes, torundas de alcohol alcolizadas
9 tubos de ensaye, tapón color rojo
10 centrifuga
11 tubo cónico para orina
12 cubre objeto y porta objetos
Muestras de productos de desecho.
1 Toma de muestra-sangre fresca 2.5 ml se deposita en tubo con tapa rojo.
2 Orina
3 Muestra de cavidad oral de espacios interdentales (saliva)(hisopos)
4 Agua preparada en la calle (horchata, Jamaica)
5 Raspado interdigital con porta objeto (2x)
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contienen las cajas petric, siendo este solido.
Se utiliza el asa bacteriológico, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo este queda esterilizada. Una vez esterilizado el Asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende sembrar esto es en los materiales de preferencia sólidos.
Para los materiales líquidos, solo se esteriliza y el producto se aplica en la caja petric realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrando en el pizarrón.Para poder sembrar una muestra de cavidad oral en espacios interdental se requiere de un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petric en forma estriado.
Dentro de los siguientes modelos de siembra anterior mente dados uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto cual se le da el nombre de siembra por dispersión.
Las cajas petric sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37* centígrados
Materiales:
1 Asa bacteriológica o Asa de platino
2 vaso de precipitado con Agua destilada (15 a 20 ml)
3 Mecheros de bunsen (2)
4 Cajas petric con medio de cultivo Elaborado
5 papeles para cubrir mesa de laboratorio
6 maskin tape para etiquetar caja petric
7 jeringa desechable (5ml)
8 torniquetes, torundas de alcohol alcolizadas
9 tubos de ensaye, tapón color rojo
10 centrifuga
11 tubo cónico para orina
12 cubre objeto y porta objetos
Muestras de productos de desecho.
1 Toma de muestra-sangre fresca 2.5 ml se deposita en tubo con tapa rojo.
2 Orina
3 Muestra de cavidad oral de espacios interdentales (saliva)(hisopos)
4 Agua preparada en la calle (horchata, Jamaica)
5 Raspado interdigital con porta objeto (2x)
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contienen las cajas petric, siendo este solido.
Se utiliza el asa bacteriológico, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo este queda esterilizada. Una vez esterilizado el Asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende sembrar esto es en los materiales de preferencia sólidos.
Para los materiales líquidos, solo se esteriliza y el producto se aplica en la caja petric realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrando en el pizarrón.Para poder sembrar una muestra de cavidad oral en espacios interdental se requiere de un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petric en forma estriado.
Dentro de los siguientes modelos de siembra anterior mente dados uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto cual se le da el nombre de siembra por dispersión.
Las cajas petric sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37* centígrados
practica 2
Técnica de Esterilización en el Auto Clave (calor húmedo)Se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120* centígrados durante 20 minutos, una ves terminad ala esterilización se deja enfriar el producto, se libera del Autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el vaseado en las cajas petric.
Para el baseado en cajas petric se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el vaseado en las cajas petri.
5 Se utiliza vaso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se vacía en la caja petric, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, hasta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.
Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador
Para el baseado en cajas petric se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el vaseado en las cajas petri.
5 Se utiliza vaso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se vacía en la caja petric, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, hasta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.
Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador
lunes, 18 de mayo de 2009
PRACTICA NO. 1
MEDIO DE CULTIVO (REACTIVO)
Pre analítica
1 Objetivo (realizar por el alumno)
2 Introducción
3 Indicé
4 Materiales
5 Instrucciones:
1 Llegar puntualmente al Laboratorio.
2 Disponer de equipo de Bioseguridad para realizar trabajo de Laboratorio (5 minutos)
3 Solicitar vale para materiales de Laboratorio y vestir mesa de Laboratorio con papel de color blanco para poder obtener un campo estéril , un alumno de los que están adentro de laboratorio para realizar la practica, debe de anotar en el pizarrón los materiales que se ocuparan en la misma.
4 Materiales para medio de cultivo:
Cristalería:
Matraz Erlenmeyer de 250 ml
Probeta graduada 250 ml
vaso de Precipitado 250m
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o Agitador
Espátula
Peso y Medidas:
Balanza granataría
Materiales de Apoyo:
Utilizando técnica de Auto esterilización (autoclave)
Mechero de bunze o mechero ficher
Torundas de Algodón secas
.Papel secante color gafeCinta masquintape color Gafe
Reactivos:Medios de cultivo
Indicaciones para el desarrollo del medio del Cultivo
1 Pesar el polvo del medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj, realizando regla de 3. Solicitar al Laboratorio agua destilada dependiendo la cantidad de producto que se valla a agregar, el producto que vallamos a ocupar de cajas petric siendo un total de 7 cajas petric por mesa.
Una vez pesado el polvo de medio de cultivo se mezcla en el contenido de agua que se tiene en el vaso de precipitado. Para poder mezclar que no queden grumos se utiliza una varilla de cristal para agitar con forme a las manecillas del reloj, asta que se disuelva el polvo en el agua.
Una vez que ya tenemos la mezcla echa dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito del medio de cultivo.
NOTA: Las indicaciones del medio de cultivo o lo tiene en la etiqueta, se debe transcribir para conocer bien los datos.
2 Se le da el nombre de re hidratar al polvo con el agua y observando las indicaciones dadas se tomaran porcentajes requerido de polvo para la mezcla con el agua que se solicitan de acuerdo a las cajas petric que se vallan a preparar.
3 Después del reposo del producto se le da movimientos en votación de acuerdo de muñeca exponiéndolo al fuego de mechero, estos movimientos y exposición darán como resultados una ebullición ervord y se le dará desde momento que inicia la ebullición 1 minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz Erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente , quemaduras. Una vez terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se tamponea con torundas de algodón se cubre con cinta masquen tape se etiqueta con registros del medio de cultivo, numero de mesa y la fecha de elaboración y hora.
4 Todos correrán (2,3) todos los integrantes se pondrán de acuerdo para el proceso de esterilización en el auto clave.
Que ya previamente prepararon al inicio de la práctica.
Técnica de Esterilización en el Auto Clave (calor húmedo)
Se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120* centígrados durante 20 minutos, una vez terminada la esterilización se deja enfriar el producto, se libera del Autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petric.
Para el baseado en cajas petric se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libre del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petric.
5 Se utiliza baso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del vaso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se vacía en la caja petric, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, asta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador.
Conclusiones de la práctica
Bibliografía- ficha bibliográficaGlosario.
APUNTES DE CLASE 12 DE MAYO DEL 2009
3ra Unidad (clase) 12 - mayo- 2009 Practica 1Operar equipo de laboratorio en materia de reactivos "Medios de Cultivo"1 Elaborar un medio de Cultivo2 Tecnica de ezterilizacion3 Siembra en medio de Cultivo4 Observacion macroscopica de colonias que se desarrollan en el Medio de Cultivo5 Elaboracion de Frotis6 Tincion de Gram7 Oberservacion microscopica en objetivo 100x con aceite de palo8 Prueba de aglutinacion en reacciones febriles9 Prueba de Aglutinacion en Sangre (HB)Pruebas de Aglutinacion.Materiales :SangreJeringaTorniqueteTorundas de algodonTubo con tapon rojo sin antiguaculantecentrifugalamina de cristal para reacciones febrilesPalillos de Madera Papel SecantePapel para forrar la mesa de Laboratorio´Se le anexa la hoja de solicitud de examenes, indicaciones para el paciente en hoja de laboratorio, donde se registra y se le da la orden al paciente donde se registra ( registro y folio de laboratorio)1 Técnica de extracción de sangre (venopuncion)2 Extraer 2.5 a 3 mililitros de sangre. (Tubo)Técnica de separación de paquete sanguíneo y plasmaPosanaliticaInmunologia ( pruebas serologicas)Datos del paciente y resultado de la prueba ( tifico H) ( tifico O) (Paratifico A)
TAREA NO. 4 BITACORA
Bitacora : Es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.
martes, 12 de mayo de 2009
tarea no.3 siembra de microorganismos
SIEMBRA DE MICROORGANISMOS
En Microbiología se entiende como siembra el proceso mediante el cual se lleva una porción de una población de microorganismos, denominada entonces inóculo, de un cultivo crecido a un medio nutritivo para su crecimiento. Todo este proceso hay que llevarlo a cabo con instrumentos y medios previamente esterilizados y siguiendo las instrucciones de los monitores de prácticas. La principal advertencia consiste en trabajar siempre próximos a la llama del mechero que, debido a las corrientes de convección verticales que genera, es capaz de crear un ambiente estéril en la zona inmediatamente alrededor y debajo de la llama.
Como instrumento portainóculos más frecuente se utiliza el asa de siembra, con el que se puede tomar inóculo a partir de colonias o de medio líquido, debido a que mantiene un pequeño volumen de agua por tensión superficial. Para depositar el inóculo en líquido basta con introducir el extremo en el medio y agitar ligeramente. Sobre sólido hay que hacer un recorrido largo sobre la superficie salvo en el caso del medio TSI, en el que también hay que inocular picando en profundidad para observar reacciones metabólicas en anaerobiosis. A veces se utilizan pipetas para transportar volúmenes grandes de inóculos como en la práctica de crecimiento bacteriano.
Procedimiento: Cada pareja deberá inocular y mantener durante la mayor parte de las prácticas una serie de bacterias conocidas que denominaremos colección y una bacteria sin nombre que constituirá el problema y que deberá de ser identificado después de realizar toda una serie de ensayos. Las bacterias de la colección y sus temperaturas de crecimiento son:
Escherichia coli 37ºC Gram negativa
Pseudomonas aeruginosa 37ºC Gram negativa
Staphylococcus aureus 37ºC Gram positiva
Micrococcus luteus 30ºC Gram positiva
Nocardia corallina 30ºC Gram positiva
Bacillus cereus 37ºC Gram positiva (¡Cuidado porque forma esporas!)
En esta práctica se inocularán cada una de las bacterias de la colección en un tubo de caldo común y en otro de agar inclinado. La bacteria problema, además de en estos medios, será inoculada en una placa de agar común al objeto de obtener colonias aisladas, bien por agotamiento de la siembra o bien por siembra y esterilización entre recorridos solapantes, según las explicaciones de los monitores. Una vez inoculado, incubar cada bacteria a su temperatura óptima de crecimiento y no olvidarse de marcar el nombre de la bacteria y la clave de pareja de prácticas.
En Microbiología se entiende como siembra el proceso mediante el cual se lleva una porción de una población de microorganismos, denominada entonces inóculo, de un cultivo crecido a un medio nutritivo para su crecimiento. Todo este proceso hay que llevarlo a cabo con instrumentos y medios previamente esterilizados y siguiendo las instrucciones de los monitores de prácticas. La principal advertencia consiste en trabajar siempre próximos a la llama del mechero que, debido a las corrientes de convección verticales que genera, es capaz de crear un ambiente estéril en la zona inmediatamente alrededor y debajo de la llama.
Como instrumento portainóculos más frecuente se utiliza el asa de siembra, con el que se puede tomar inóculo a partir de colonias o de medio líquido, debido a que mantiene un pequeño volumen de agua por tensión superficial. Para depositar el inóculo en líquido basta con introducir el extremo en el medio y agitar ligeramente. Sobre sólido hay que hacer un recorrido largo sobre la superficie salvo en el caso del medio TSI, en el que también hay que inocular picando en profundidad para observar reacciones metabólicas en anaerobiosis. A veces se utilizan pipetas para transportar volúmenes grandes de inóculos como en la práctica de crecimiento bacteriano.
Procedimiento: Cada pareja deberá inocular y mantener durante la mayor parte de las prácticas una serie de bacterias conocidas que denominaremos colección y una bacteria sin nombre que constituirá el problema y que deberá de ser identificado después de realizar toda una serie de ensayos. Las bacterias de la colección y sus temperaturas de crecimiento son:
Escherichia coli 37ºC Gram negativa
Pseudomonas aeruginosa 37ºC Gram negativa
Staphylococcus aureus 37ºC Gram positiva
Micrococcus luteus 30ºC Gram positiva
Nocardia corallina 30ºC Gram positiva
Bacillus cereus 37ºC Gram positiva (¡Cuidado porque forma esporas!)
En esta práctica se inocularán cada una de las bacterias de la colección en un tubo de caldo común y en otro de agar inclinado. La bacteria problema, además de en estos medios, será inoculada en una placa de agar común al objeto de obtener colonias aisladas, bien por agotamiento de la siembra o bien por siembra y esterilización entre recorridos solapantes, según las explicaciones de los monitores. Una vez inoculado, incubar cada bacteria a su temperatura óptima de crecimiento y no olvidarse de marcar el nombre de la bacteria y la clave de pareja de prácticas.
TAREA NO. 3
Medio de cultivo
Solución que cuenta con los nutrientes necesarios para recuperar, multiplicar, aislar e identificar los microorganismos (bajo condiciones favorables de temperatura y pH), así como efectuar pruebas de susceptibilidad. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados, al prepararse podemos encontrarlos en estado sólido, semisólido y líquido.
Clasificación
Según su aspecto físico:
fosiferoliquidos
Semi-sólidos
Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
Selectivos
Selectivos de enriquecimiento
Diferenciales
Para cultivar gérmenes anaerobios
Para medir potencia de antibióticos
De transporte en micro
Para filtración a través de membrana
Para cultivo de hongos y levaduras
Para cultivo de protozoarios
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Medio_de_cultivo"
Categoría: Microbiología
Solución que cuenta con los nutrientes necesarios para recuperar, multiplicar, aislar e identificar los microorganismos (bajo condiciones favorables de temperatura y pH), así como efectuar pruebas de susceptibilidad. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados, al prepararse podemos encontrarlos en estado sólido, semisólido y líquido.
Clasificación
Según su aspecto físico:
fosiferoliquidos
Semi-sólidos
Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
Selectivos
Selectivos de enriquecimiento
Diferenciales
Para cultivar gérmenes anaerobios
Para medir potencia de antibióticos
De transporte en micro
Para filtración a través de membrana
Para cultivo de hongos y levaduras
Para cultivo de protozoarios
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Medio_de_cultivo"
Categoría: Microbiología
lunes, 11 de mayo de 2009
tarea no .2 proteus abortus
El Síndrome de Proteus es una enfermedad congénita que causa un crecimiento excesivo de la piel y un desarrollo anormal de los huesos, normalmente acompañados de tumores en más de la mitad del cuerpo.
Descripción
El Síndrome de Proteus es extremadamente raro. Desde que el Dr. Michael Cohen lo identificó en 1979,[1] sólo se han confirmado poco más de 200 casos en todo el mundo. Puede que se hayan dado más, pero los que son correctamente diagnosticados suelen tener manifestaciones evidentes del síndrome, estando considerablemente desfigurados.
Esta extraña enfermedad habría permanecido oculta de no ser por que Joseph Merrick – inmortalizado como el "Hombre Elefante" debido al aspecto que le daban los tumores de su cabeza y el color grisaceo de su piel – fue diagnosticado más tarde de un severo caso de Síndrome de Proteus además de, neurofibromatosis, cosa que los médicos pensaban anteriormente que tenía.[2] Extrañamente, el brazo izquierdo y los genitales de Merrick no estaban afectados por la enfermedad que había deformado el resto de su cuerpo.
El Síndrome de Proteus causa un crecimiento anormal de la piel, huesos, músculos, tejido adiposo, y vasos sanguíneos y linfáticos.
Es una enfermedad progresiva, los niños suelen nacer sin ninguna deformidad evidente. Conforme crecen aparecen los tumores y el crecimiento de la piel y de los huesos. La gravedad y la localización de estos crecimientos asimétricos varían ampliamente, aunque suelen darse en el craneo, uno o más miembros y en la plantas de los pies. Hay un riesgo de muerte prematura en los individuos afectados debido a trombosis y tromboembolismo pulmonar, causadas por malformaciones asociadas a este desorden en los vasos. Otros riesgos pueden venir provocados por el peso del tejido extra- Se cree que Joseph Merrick murió por el peso de su enorme y pesada cabeza que venció la resistencia de su cuello y cayó hacia atrás, fracturándoselo.
El desorden afecta a los dos sexos por igual, y puede darse en todas las etnias.
Referencias
↑ Cohen MM, Hayden PW (1979). «A newly recognized hamartomatous syndrome». Birth Defects Orig. Artic. Ser. 15 (5B): 291-6. PMID 118782.
↑ Tibbles J, Cohen M (1986). «The Proteus syndrome: the Elephant Man diagnosed.». Br Med J (Clin Res Ed) 293 (6548): 683-5. PMID 3092979.
Enlaces externos
"El hombre elefante", extenso trabajo sobre Joseph Merrick y su enfermedad.
Mandy Sellars., La mujer con piernas de 180 cm
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/SÃndrome_de_Proteus"
Descripción
El Síndrome de Proteus es extremadamente raro. Desde que el Dr. Michael Cohen lo identificó en 1979,[1] sólo se han confirmado poco más de 200 casos en todo el mundo. Puede que se hayan dado más, pero los que son correctamente diagnosticados suelen tener manifestaciones evidentes del síndrome, estando considerablemente desfigurados.
Esta extraña enfermedad habría permanecido oculta de no ser por que Joseph Merrick – inmortalizado como el "Hombre Elefante" debido al aspecto que le daban los tumores de su cabeza y el color grisaceo de su piel – fue diagnosticado más tarde de un severo caso de Síndrome de Proteus además de, neurofibromatosis, cosa que los médicos pensaban anteriormente que tenía.[2] Extrañamente, el brazo izquierdo y los genitales de Merrick no estaban afectados por la enfermedad que había deformado el resto de su cuerpo.
El Síndrome de Proteus causa un crecimiento anormal de la piel, huesos, músculos, tejido adiposo, y vasos sanguíneos y linfáticos.
Es una enfermedad progresiva, los niños suelen nacer sin ninguna deformidad evidente. Conforme crecen aparecen los tumores y el crecimiento de la piel y de los huesos. La gravedad y la localización de estos crecimientos asimétricos varían ampliamente, aunque suelen darse en el craneo, uno o más miembros y en la plantas de los pies. Hay un riesgo de muerte prematura en los individuos afectados debido a trombosis y tromboembolismo pulmonar, causadas por malformaciones asociadas a este desorden en los vasos. Otros riesgos pueden venir provocados por el peso del tejido extra- Se cree que Joseph Merrick murió por el peso de su enorme y pesada cabeza que venció la resistencia de su cuello y cayó hacia atrás, fracturándoselo.
El desorden afecta a los dos sexos por igual, y puede darse en todas las etnias.
Referencias
↑ Cohen MM, Hayden PW (1979). «A newly recognized hamartomatous syndrome». Birth Defects Orig. Artic. Ser. 15 (5B): 291-6. PMID 118782.
↑ Tibbles J, Cohen M (1986). «The Proteus syndrome: the Elephant Man diagnosed.». Br Med J (Clin Res Ed) 293 (6548): 683-5. PMID 3092979.
Enlaces externos
"El hombre elefante", extenso trabajo sobre Joseph Merrick y su enfermedad.
Mandy Sellars., La mujer con piernas de 180 cm
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/SÃndrome_de_Proteus"
brucella
GENETICA DE BRUCELLA.
El ADN de Brucella contiene un 58-59% de G + C (guanina y citosina) y el tamaño total del genoma se ha estimado en aproximadamente 2,5 x 106 pares de bases (Allardent-Servent y col 1988); este tamaño es menor al de Escherichia coli (4,7 x 106 pares de bases). Dos características genéticas de Brucella llaman especialmente la atención, en primer lugar, la existencia de dos cromosomas circulares en la mayoría de las especies y biotipos, y en segundo lugar, la ausencia de plásmidos. Esta última característica refleja probablemente la adaptación a un nicho ecológico (el ambiente intracelular) estable y sin competencia microbiana, en el que no es necesaria la plasticidad genética que se deriva de los plásmidos y que es propia de ambientes con gran cantidad de microbios (intestino, tierra, etc.). El género Brucella tiene seis especies reconocidas, las que exhiben distintas preferencias por su huésped (Mayer 1964) y muestran más de 94% de homología en su genoma (Halling y col 2005), lo que apoya la proposición de que las especies clásicas de Brucella son cepas de Brucella melitensis (Verger y col 1995). Sin embargo, se ha encontrado polimorfismo en determinadas secuencias genómicas que coinciden con las especies clásicas e incluso con las biovariedades. Se estima, además, que el 8% del genoma de Brucella se destina a funciones necesarias para la sobrevivencia y la virulencia, en comparación al estimado para Salmonella que es sólo el 3-4% (Hong y col 2000).
El ADN de Brucella contiene un 58-59% de G + C (guanina y citosina) y el tamaño total del genoma se ha estimado en aproximadamente 2,5 x 106 pares de bases (Allardent-Servent y col 1988); este tamaño es menor al de Escherichia coli (4,7 x 106 pares de bases). Dos características genéticas de Brucella llaman especialmente la atención, en primer lugar, la existencia de dos cromosomas circulares en la mayoría de las especies y biotipos, y en segundo lugar, la ausencia de plásmidos. Esta última característica refleja probablemente la adaptación a un nicho ecológico (el ambiente intracelular) estable y sin competencia microbiana, en el que no es necesaria la plasticidad genética que se deriva de los plásmidos y que es propia de ambientes con gran cantidad de microbios (intestino, tierra, etc.). El género Brucella tiene seis especies reconocidas, las que exhiben distintas preferencias por su huésped (Mayer 1964) y muestran más de 94% de homología en su genoma (Halling y col 2005), lo que apoya la proposición de que las especies clásicas de Brucella son cepas de Brucella melitensis (Verger y col 1995). Sin embargo, se ha encontrado polimorfismo en determinadas secuencias genómicas que coinciden con las especies clásicas e incluso con las biovariedades. Se estima, además, que el 8% del genoma de Brucella se destina a funciones necesarias para la sobrevivencia y la virulencia, en comparación al estimado para Salmonella que es sólo el 3-4% (Hong y col 2000).
salmonella tiphi
Salmonella es un género de bacteria que pertenece a la familia Enterobacteriaceae, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
Algunas salmonellas son comunes en la piel de tortugas y de muchos reptiles, lo cual puede ser importante cuando se manipulan a la vez este tipo de mascotas y alimentos.
Contenido
1 Taxonomía
2 Epidemiología
3 Microbiología
4 Patogenia
4.1 Virulencia
5 Tratamiento
6 Profilaxis
7 Referencias
8 Véase también
//
[editar] Taxonomía
El género Salmonella es de taxonomía difícil, modificada en estos últimos años por el aporte de estudios moleculares de homología de ADN que han clarificado el panorama taxonómico de las enterobacterias.
Para la bacteriología clínica, Salmonella es un bacilo patógeno primario (como Shigella, Yersinia y ciertas cepas de E. coli), anaerobio facultativo, algunos móviles y no fermentan la lactosa. S. typhi es la única serovariedad que no produce gas en la fermentación de los azúcares.
Clásicamente se distinguían tres únicas especies patógenas primarias: S. typhy, S. cholerae-suis y S. enteritidis. A su vez, según la serotipificación de Kauffman y White, eran clasificadas en más de 2000 serotipos en base a los antígenos flagelares H (proteicos) y antígenos somáticos O (fracción polisacárida del lipopolisacárido bacilar). S. typhi posee además un antígeno de virulencia (Vi).
El tratamiento taxonómico actual de Salmonella ha simplificado el espectro, reagrupando todas las cepas (patógenas o no) en dos únicas especies: S. enterica y S. bongori. Ésta última (previamente subespecie V) no es patógena para el ser humano.
La especie S. enterica tiene seis subespecies (a veces presentadas como subgrupos bajo numeración romana):
I enterica
II salamae
IIIa arizonae
IIIb diarizonae
IV houtenae
V S. bongori, ya incluida en una especie distinta
VI indica
Cada subespecie a su vez, está conformada por diversos serotipos, habiéndose identificado hasta la fecha más de 2500. Una de ellas es S. enterica subsp. enterica (o subgrupo I), se divide en cinco serogrupos: A, B, C, D y E. Cada serogrupo comprende múltiples componentes, son las serovariedades (serotipos).
Esta clasificación implica una terminología de uso poco práctico en la clínica bacteriológica, por lo tanto, en términos médicos, la nomenclatura es diferente y simplificada, pues se consideran los nombres de los serotipos (serovaridades) de Salmonella como si fuesen nombres de especies. Por ejemplo, "Salmonella enterica subgrupo entérica serotipo Typhimurium", se refiere como "Salmonella typhimurium". Estas denominaciones, aunque menos correctas desde el punto de vista taxonómico estricto, son de aceptación mundial.
Con importancia clínico epidemiológica, las más de 2000 serovariedades de Salmonella pueden agruparse en tres divisiones ecológicas (spp. son subespecies):
Salmonella spp. adaptadas a vivir en el ser humano, entre ellas, S. typhi, S. paratyphi A, B y C;
Salmonella spp. adaptadas a hospederos no humanos, que circunstancialmente pueden producir infección en el hombre, entre ellas, S. dublin y S. cholerae-suis;
Salmonella spp. sin adaptación específica de hospedero, que incluye a unas 1800 serovariedades de amplia distribución en la naturaleza, las cuales causan la mayoría de las salmonelosis en el mundo.
[editar] Epidemiología
Véase también: María la Tifosa
La Salmonella recibe su nombre por Daniel Elmer Salmon, un patólogo veterinario norteamericano, aunque fue su colega y contemporario Theobald Smith (conocido por su trabajo con anafiláxis) quien descubrió la bacteria por primera vez en 1885, aislándola de cerdos con cólera.[1] [2] La salmonela entérica causada por Salmonella typhimurium, con más de 2.000 cepas descritas,[3] es de importancia en países en desarrollo, donde su incidencia está en aumento, y en algunos países, la enfermedad es endémica.[4]
La salmonelosis es una enfermedad de transmisión alimentaria, en especial por alimentos de origen animal y pueden aparecer en brotes en escuelas, guarderías, restaurantes y residencias de ancianos. El período de incubación es por lo general entre 12 a 36 horas, a veces hasta 6 y 48 horas. El único reservorio de la Salmonella typhi es el hombre, de modo que se transmite de una persona a otra.[5]
En el caso de la Salmonella, es necesaria una inoculación relativamente grande, entre 10 a 100 millones de organismos, para provocar los síntomas en humanos saludables, según estudios hechos con voluntarios,[6] al ser estas bacterias muy poco resistentes a los medios ácidos. Sin embargo, un pH estomacal artificialmente elevado, poco ácido, reduce enormemente el número de organismos necesario para provocar síntomas (de 10 a 100 órdenes de magnitud).
La fiebre paratifoidea tiene ciertas similaridades con la fiebre tifoidea, pero tiene un curso más benigno. Las infecciones por S. Paratyphi A son comunes en África, la paratifoidea B es más frecuente en Europa que se presenta como una gastroenteritis severa y la paratifoidea C es una infección rara, generalmente vista en el Extremo Oriente que se presenta como una septicemia. La salmonella habita normalmente en la superficie de los huevos, la piel de tomates y de aquellos frutos y verduras que tienen contacto con la tierra.
[editar] Microbiología
Salmonella crece con facilidad en agar sangre formando colonias de 2 a 3 milímetros. En laboratorios de microbiología clínica se aísla con medios selectivos, Selenito, Hektoen, SS o XLD para inhibir el crecimiento de otras bacterias patógenas y de la flora intestinal saprófita. Tienen los siguientes antígenos:
Somático O, del lipopolisacárido en la pared celular, termoestable y es la base de la clasificación en subgrupos.
Flagelar H, de la proteína flagelina, termolábil, es la base de la clasificación de especies.
Envoltura Vi, termolábil, responsable de la virulencia de varias especies patogénicas.
[editar] Patogenia
Artículo principal: Salmonelosis
Produce salmonelosis con un período de incubación de entre 5 horas y 5 días, diarrea y dolor abdominal, a través de las heces del enfermo se elimina un gran número de esta bacteria y fiebre entérica con un periodo de incubación de 7 a 28 días, causante de dolor de cabeza, fiebre, dolor abdominal y diarrea, erupción máculo-papulosa en pecho y espalda, los enfermos presentan un período de convalecencia entre 1 y 8 semanas, las personas curadas eliminan Salmonella. También puede ocasionar fiebres entéricas o infección intestinal por intoxicación con algunos alimentos.
[editar] Virulencia
Salmonella al igual que otras bacteria Gram negativas usan un sistema secretor especializado (denominado tipo III) para inyectar dentro de células eucariotas ciertas proteínas efectoras que manipulan las vías de señalización celular y de la bacteria. Se ha observado la entrega de la proteína SipA a células que debilitan la maquinaria intracelular del huésped y promueven la virulencia en mamíferos en aproximadamente 10 minutos, dejando la bacteria virtualmente deprovista de SipA, efectivamente estableciendo un nicho para la multiplicación intracelular de la bacteria.[7] [8]
[editar] Tratamiento
Puede manifestarse por fiebre prolongada o recurrente y asociarse a lesiones locales óseas, articulares, pleurales, pulmonares; y con aneurismas micóticos de la aorta abdominal, que es la manifestación observada en pacientes con infección VIH. Se recomienda la ciprofloxacino en dosis de 750 mg dos veces al día. aparte de estos tratamientos , el de soporte es uno de los más recomendables, es decir, hidratarlo constantemente.
[editar] Profilaxis
La prevención de Salmonella como contaminante de alimentos involucra el sanitar eficazmente las superficies de contacto con los alimentos. El alcohol ha sido efectivo como agente desinfectante tópico en contra de la Salmonella, así como el cloro. La comida que contenga huevos crudos debe ser cocinada adecuadamente o congelada antes de consumirla.
Cualquier alimento cocinado de manera imperfecta o no cocinado, especialmente en carne, aves, huevos (porque este sale por el mismo conducto de las heces y como la salmonella es una enobacteria se contamina el huevo, por eso es importante tener practicas de higiene en la manipulación de estos) y leche, es un buen vehículo de transmisión de Salmonella.
Su tiempo de supervivencia en alimentos a temperatura ambiente es de varios días llegando incluso a los límites siguientes:[cita requerida]
mantequilla: hasta 10 semanas
leche: hasta 6 meses
chocolate: varios meses
Existen unos métodos destinados a evitar la proliferación de este género en los alimentos, por ejemplo, destruir la bacteria en los alimentos mediante la cocción, evitar la contaminación cruzada durante la manipulación de los mismos y almacenar los alimentos a bajas o altas temperaturas para evitar su crecimiento.
[editar] Referencias
↑ WhoNamedIt.com - Salmonella. [1]
↑ WhoNamedIt.com - Daniel Elmer Salmon. [2]
↑ Ryan KJ; Ray CG (editors) (2004). Sherris Medical Microbiology, 4th ed. edición, McGraw Hill. ISBN 0-8385-8529-9.
↑ I. Méndez, N. Mossos, D. Mogollón, R. Poutou, S. Máttar. Epidemiological relationships among strains of Salmonella entérica subsp. entérica isolated from humans, poultry and food. Universitas Scientiarium - Revista de la Facultad de Ciencias. Vol. 11, No. 1, 5-13. enero-junio de 2006. [3]
↑ BRAVO PEREZ, Rigoberto, PUGA TORRES, Mario Santiago, BARREIRO VIERA, Dionys et al. Presentación de un caso atípico de fiebre tifoidea. Rev Cub Med Mil. [online]. ene.-mar. 2002, vol.31, no.1 [citado 31 Octubre 2007], p.54-57. Disponible en la World Wide Web: [http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0138-65572002000100009&lng=es&nrm=iso[. ISSN 0138-6557.
↑ Salmonella Infection en eMedicine (inglés)
↑ Markus C. Schlumberger, Andreas J. Müller, Kristin Ehrbar, Brit Winnen, Iwan Duss, Bärbel Stecher, and Wolf-Dietrich Hardt. (August 30, 2005). «Real-time imaging of type III secretion: Salmonella SipA injection into host cells.». Proceedings of the National Academy of Sciences. PNAS 102 (35): 12548-12553. [4]
↑ Citado en: Editors' Choice: Highlights of the recent literature. Science 2 September 2005:Vol. 309. no. 5740, p. 1459. DOI: 10.1126/science.309.5740.1459a. [5]
Farreras Valentí P & Rozman C (et al.): Medicina Interna, Harcourt, 2000.
[editar] Véase también
Shigella
Yersinia
Escherichia
Fiebre tifoidea
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Salmonella"
Categorías: Agentes biológicos patógenos Enfermedades de transmisión sexual Enterobacteriales
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
Algunas salmonellas son comunes en la piel de tortugas y de muchos reptiles, lo cual puede ser importante cuando se manipulan a la vez este tipo de mascotas y alimentos.
Contenido
1 Taxonomía
2 Epidemiología
3 Microbiología
4 Patogenia
4.1 Virulencia
5 Tratamiento
6 Profilaxis
7 Referencias
8 Véase también
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[editar] Taxonomía
El género Salmonella es de taxonomía difícil, modificada en estos últimos años por el aporte de estudios moleculares de homología de ADN que han clarificado el panorama taxonómico de las enterobacterias.
Para la bacteriología clínica, Salmonella es un bacilo patógeno primario (como Shigella, Yersinia y ciertas cepas de E. coli), anaerobio facultativo, algunos móviles y no fermentan la lactosa. S. typhi es la única serovariedad que no produce gas en la fermentación de los azúcares.
Clásicamente se distinguían tres únicas especies patógenas primarias: S. typhy, S. cholerae-suis y S. enteritidis. A su vez, según la serotipificación de Kauffman y White, eran clasificadas en más de 2000 serotipos en base a los antígenos flagelares H (proteicos) y antígenos somáticos O (fracción polisacárida del lipopolisacárido bacilar). S. typhi posee además un antígeno de virulencia (Vi).
El tratamiento taxonómico actual de Salmonella ha simplificado el espectro, reagrupando todas las cepas (patógenas o no) en dos únicas especies: S. enterica y S. bongori. Ésta última (previamente subespecie V) no es patógena para el ser humano.
La especie S. enterica tiene seis subespecies (a veces presentadas como subgrupos bajo numeración romana):
I enterica
II salamae
IIIa arizonae
IIIb diarizonae
IV houtenae
V S. bongori, ya incluida en una especie distinta
VI indica
Cada subespecie a su vez, está conformada por diversos serotipos, habiéndose identificado hasta la fecha más de 2500. Una de ellas es S. enterica subsp. enterica (o subgrupo I), se divide en cinco serogrupos: A, B, C, D y E. Cada serogrupo comprende múltiples componentes, son las serovariedades (serotipos).
Esta clasificación implica una terminología de uso poco práctico en la clínica bacteriológica, por lo tanto, en términos médicos, la nomenclatura es diferente y simplificada, pues se consideran los nombres de los serotipos (serovaridades) de Salmonella como si fuesen nombres de especies. Por ejemplo, "Salmonella enterica subgrupo entérica serotipo Typhimurium", se refiere como "Salmonella typhimurium". Estas denominaciones, aunque menos correctas desde el punto de vista taxonómico estricto, son de aceptación mundial.
Con importancia clínico epidemiológica, las más de 2000 serovariedades de Salmonella pueden agruparse en tres divisiones ecológicas (spp. son subespecies):
Salmonella spp. adaptadas a vivir en el ser humano, entre ellas, S. typhi, S. paratyphi A, B y C;
Salmonella spp. adaptadas a hospederos no humanos, que circunstancialmente pueden producir infección en el hombre, entre ellas, S. dublin y S. cholerae-suis;
Salmonella spp. sin adaptación específica de hospedero, que incluye a unas 1800 serovariedades de amplia distribución en la naturaleza, las cuales causan la mayoría de las salmonelosis en el mundo.
[editar] Epidemiología
Véase también: María la Tifosa
La Salmonella recibe su nombre por Daniel Elmer Salmon, un patólogo veterinario norteamericano, aunque fue su colega y contemporario Theobald Smith (conocido por su trabajo con anafiláxis) quien descubrió la bacteria por primera vez en 1885, aislándola de cerdos con cólera.[1] [2] La salmonela entérica causada por Salmonella typhimurium, con más de 2.000 cepas descritas,[3] es de importancia en países en desarrollo, donde su incidencia está en aumento, y en algunos países, la enfermedad es endémica.[4]
La salmonelosis es una enfermedad de transmisión alimentaria, en especial por alimentos de origen animal y pueden aparecer en brotes en escuelas, guarderías, restaurantes y residencias de ancianos. El período de incubación es por lo general entre 12 a 36 horas, a veces hasta 6 y 48 horas. El único reservorio de la Salmonella typhi es el hombre, de modo que se transmite de una persona a otra.[5]
En el caso de la Salmonella, es necesaria una inoculación relativamente grande, entre 10 a 100 millones de organismos, para provocar los síntomas en humanos saludables, según estudios hechos con voluntarios,[6] al ser estas bacterias muy poco resistentes a los medios ácidos. Sin embargo, un pH estomacal artificialmente elevado, poco ácido, reduce enormemente el número de organismos necesario para provocar síntomas (de 10 a 100 órdenes de magnitud).
La fiebre paratifoidea tiene ciertas similaridades con la fiebre tifoidea, pero tiene un curso más benigno. Las infecciones por S. Paratyphi A son comunes en África, la paratifoidea B es más frecuente en Europa que se presenta como una gastroenteritis severa y la paratifoidea C es una infección rara, generalmente vista en el Extremo Oriente que se presenta como una septicemia. La salmonella habita normalmente en la superficie de los huevos, la piel de tomates y de aquellos frutos y verduras que tienen contacto con la tierra.
[editar] Microbiología
Salmonella crece con facilidad en agar sangre formando colonias de 2 a 3 milímetros. En laboratorios de microbiología clínica se aísla con medios selectivos, Selenito, Hektoen, SS o XLD para inhibir el crecimiento de otras bacterias patógenas y de la flora intestinal saprófita. Tienen los siguientes antígenos:
Somático O, del lipopolisacárido en la pared celular, termoestable y es la base de la clasificación en subgrupos.
Flagelar H, de la proteína flagelina, termolábil, es la base de la clasificación de especies.
Envoltura Vi, termolábil, responsable de la virulencia de varias especies patogénicas.
[editar] Patogenia
Artículo principal: Salmonelosis
Produce salmonelosis con un período de incubación de entre 5 horas y 5 días, diarrea y dolor abdominal, a través de las heces del enfermo se elimina un gran número de esta bacteria y fiebre entérica con un periodo de incubación de 7 a 28 días, causante de dolor de cabeza, fiebre, dolor abdominal y diarrea, erupción máculo-papulosa en pecho y espalda, los enfermos presentan un período de convalecencia entre 1 y 8 semanas, las personas curadas eliminan Salmonella. También puede ocasionar fiebres entéricas o infección intestinal por intoxicación con algunos alimentos.
[editar] Virulencia
Salmonella al igual que otras bacteria Gram negativas usan un sistema secretor especializado (denominado tipo III) para inyectar dentro de células eucariotas ciertas proteínas efectoras que manipulan las vías de señalización celular y de la bacteria. Se ha observado la entrega de la proteína SipA a células que debilitan la maquinaria intracelular del huésped y promueven la virulencia en mamíferos en aproximadamente 10 minutos, dejando la bacteria virtualmente deprovista de SipA, efectivamente estableciendo un nicho para la multiplicación intracelular de la bacteria.[7] [8]
[editar] Tratamiento
Puede manifestarse por fiebre prolongada o recurrente y asociarse a lesiones locales óseas, articulares, pleurales, pulmonares; y con aneurismas micóticos de la aorta abdominal, que es la manifestación observada en pacientes con infección VIH. Se recomienda la ciprofloxacino en dosis de 750 mg dos veces al día. aparte de estos tratamientos , el de soporte es uno de los más recomendables, es decir, hidratarlo constantemente.
[editar] Profilaxis
La prevención de Salmonella como contaminante de alimentos involucra el sanitar eficazmente las superficies de contacto con los alimentos. El alcohol ha sido efectivo como agente desinfectante tópico en contra de la Salmonella, así como el cloro. La comida que contenga huevos crudos debe ser cocinada adecuadamente o congelada antes de consumirla.
Cualquier alimento cocinado de manera imperfecta o no cocinado, especialmente en carne, aves, huevos (porque este sale por el mismo conducto de las heces y como la salmonella es una enobacteria se contamina el huevo, por eso es importante tener practicas de higiene en la manipulación de estos) y leche, es un buen vehículo de transmisión de Salmonella.
Su tiempo de supervivencia en alimentos a temperatura ambiente es de varios días llegando incluso a los límites siguientes:[cita requerida]
mantequilla: hasta 10 semanas
leche: hasta 6 meses
chocolate: varios meses
Existen unos métodos destinados a evitar la proliferación de este género en los alimentos, por ejemplo, destruir la bacteria en los alimentos mediante la cocción, evitar la contaminación cruzada durante la manipulación de los mismos y almacenar los alimentos a bajas o altas temperaturas para evitar su crecimiento.
[editar] Referencias
↑ WhoNamedIt.com - Salmonella. [1]
↑ WhoNamedIt.com - Daniel Elmer Salmon. [2]
↑ Ryan KJ; Ray CG (editors) (2004). Sherris Medical Microbiology, 4th ed. edición, McGraw Hill. ISBN 0-8385-8529-9.
↑ I. Méndez, N. Mossos, D. Mogollón, R. Poutou, S. Máttar. Epidemiological relationships among strains of Salmonella entérica subsp. entérica isolated from humans, poultry and food. Universitas Scientiarium - Revista de la Facultad de Ciencias. Vol. 11, No. 1, 5-13. enero-junio de 2006. [3]
↑ BRAVO PEREZ, Rigoberto, PUGA TORRES, Mario Santiago, BARREIRO VIERA, Dionys et al. Presentación de un caso atípico de fiebre tifoidea. Rev Cub Med Mil. [online]. ene.-mar. 2002, vol.31, no.1 [citado 31 Octubre 2007], p.54-57. Disponible en la World Wide Web: [http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0138-65572002000100009&lng=es&nrm=iso[. ISSN 0138-6557.
↑ Salmonella Infection en eMedicine (inglés)
↑ Markus C. Schlumberger, Andreas J. Müller, Kristin Ehrbar, Brit Winnen, Iwan Duss, Bärbel Stecher, and Wolf-Dietrich Hardt. (August 30, 2005). «Real-time imaging of type III secretion: Salmonella SipA injection into host cells.». Proceedings of the National Academy of Sciences. PNAS 102 (35): 12548-12553. [4]
↑ Citado en: Editors' Choice: Highlights of the recent literature. Science 2 September 2005:Vol. 309. no. 5740, p. 1459. DOI: 10.1126/science.309.5740.1459a. [5]
Farreras Valentí P & Rozman C (et al.): Medicina Interna, Harcourt, 2000.
[editar] Véase también
Shigella
Yersinia
Escherichia
Fiebre tifoidea
Obtenido de "http://es.wikipedia.org/wiki/Salmonella"
Categorías: Agentes biológicos patógenos Enfermedades de transmisión sexual Enterobacteriales
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